Human umbilical cord tissue cryopreservation: prospects for clinical application

Strokova S.O., Arutyunyan I.V., Mullabaeva S.M., Fatkhudinov T.Kh.

1 Academician V.I. Kulakov National Medical Research Center of Obstetrics, Gynecology, and Perinatology, Ministry of Health of Russia, Moscow; 2 Peoples’ Friendship University of Russia, Moscow; 3 Research Institute of Human Morphology, Moscow, Russia
The paper analyzes the data available in the modern scientific literature on the possibility of human umbilical cord tissue cryopreservation and its further clinical application. It describes protocols to obtain various biomedical products (vascular matrix, Wharton jelly-based grafts, and multipotent stromal cells) from the frozen umbilical cord, as well as prospects of their clinical use. The analysis of the literature data may be indicative of the active development of a promising cell biotechnology area, such as human umbilical cord cryopreservation.

Keywords

umbilical cord
cryopreservation protocol
cryoprotectant
multipotent stromal cells

Пупочный канатик человека – орган с уникальным строением: строму его составляет слизистая соединительная ткань (вартонов студень), не встречающаяся в организме взрослого человека. В основном веществе вартонова студня содержится значительное количество гликозаминогликанов, обеспечивающих его упругость, благодаря чему пупочные сосуды (две пупочные артерии и одна вена) защищены от пережатия. В вартоновом студне отсутствуют капилляры, клеточный компонент его представлен производными мезенхимы (фибробластами, миофибробластами, гладкими миоцитами, мультипотентными стромальными клетками (МСК)), сама пуповина покрыта однослойным эпителием [1].

Долгое время пуповина считалась биологическим отходом, не представляющим особой ценности для исследователей или клиницистов, однако с развитием клеточных технологий и тканевой инженерии интерес к тканям пуповинно-плацентарного комплекса в целом, и к пуповине в частности, значительно вырос. В последнее десятилетие активно идет разработка биомедицинских продуктов на основе матрикса пуповины или выделенных из нее МСК, которые по совокупности свойств могут претендовать на звание нового «золотого стандарта» [1]. Основным недостатком пупочного канатика, как источника биоматериала является его транзиентность: доступ к нему строго ограничен небольшим временным промежутком сразу после рождения ребенка. Решением данной проблемы может стать внедрение доступных и эффективных протоколов криоконсервации ткани пуповины, обеспечивающих отсроченное во времени ее применение. В основе корректного и полноценного осуществления криоконсервации образцов пуповины для последующего выделений клеточных культур лежит комплексное морфологическое (макроскопическое и микроскопическое) изучение всех элементов последа, позволяющее выявить их поражения и патологические изменения [2, 3].

Криоконсервация матрикса кровеносных сосудов пуповины

При необходимости реконструкции сосудов малого диаметра «золотым стандартом» считается аутогенная трансплантация, однако она не всегда возможна. Перспективным материалом для создания протеза сосуда могут стать децеллюляризированные пупочные вена и артерии, к преимуществам которых можно отнести походящий диаметр и длительную протяженность без ответвлений [4–6]. Исследования показали, что криоконсервация сосудов пуповины уменьшает эффективность последующей децеллюляризации (предположительно из-за конденсации внеклеточного матрикса), но не оказывает значимого влияния на их механические свойства (жесткость, разрывное давление, прочность удержания шва), по сравнению с сосудами, выделенными из свежей пуповины [4].

Протоколы криоконсервации сосудов пуповины, предназначенных для аллогенной трансплантации, не предполагают сохранности клеточного компонента, поэтому в качестве среды для замораживания используют физиологический раствор без добавления криопротекторов, а материал хранят при -20°С [4]. Для аутогенной трансплантации более предпочтительным является вариант с сохранением живых клеток в составе стенки сосуда, однако таких работ до сих пор не опубликовано. Возможности применения полученных из пупочных артерий и вены скэффолдов не ограничиваются сердечно-сосудистой хирургией; тканеинженерные конструкции на их основе предлагают применять для восстановления поврежденных нервов [7], связок и сухожилий [8].

Криконсервация матрикса пуповины (вартонова студня)

В клинической практике широко применяется аллографт на основе амниотической мембраны, который получают путем дегидратации, либо замораживания амниона/хориона, причем замораживание является более предпочтительным методом с точки зрения сохранности архитектоники ткани и биологически активных молекул внеклеточного матрикса [9]. В 2014 году было предложено использовать в клинике аналог амниотической мембраны – аллографт на основе вартонова студня криоконсервированной пуповины. Исследования показали, что по сравнению с амниотической мембраной после размораживания в вартоновом студне выше относительное содержание стабилизированной гиалуроновой кислоты, а сам матрикс эффективнее стимулирует экспрессию противовоспалительного интерлейкина-10 и сильнее подавляет экспрессию провоспалительного интерлейкина-12 в культуре макрофагов, что позволяет предположить лучшую переносимость данного аллографта [9].

Криоконсервация пуповины с целью получения матрикса вартонова студня также не предполагает сохранности клеток, поэтому ткань просто быстро охлаждают до -80°С без использования криопротекторной среды [9]. Полученные из криоконсервированной пуповины графты на основе вартонова студня уже показали свою эффективность в клинике для лечения spina bifida [10] и трофических язв при синдроме диабетической стопы [11].

Криоконсервация пуповины с целью сохранения клеточного компонента

1953 год был ознаменован первой беременностью, наступившей с использованием хранившейся непродолжительное время на сухом льду спермы человека. Уже через 10 лет для долгосрочной консервации спермы стали применять жидкий азот, что позволило существенно повысить эффективность метода [12]. Современный уровень развития криобиотехнологии позволяет длительное время сохранять жизнеспособность, как клеточных суспензий, так и цельных фрагментов ткани (например, жировой ткани [13, 14], ткани зубного фолликула [15], фрагментов кости [16]), из которых клетки можно выделить после размораживания. Хранение ткани, не подвергавшейся процессингу, имеет ряд преимуществ, по сравнению с хранением изолированных клеток:

  • минимизация временных, трудовых и материальных затрат,
  • хранение всех типов клеток в составе естественных для них ниш,
  • возможность выделения и экспансии клеточных культур в соответствии со стандартами, принятыми в будущем.

Эксперименты по криоконсервации пуповины человека с целью сохранения клеточного компонента ткани идут уже около 10 лет. Ценность для регенеративной медицины представляют несколько типов клеток, которые можно получить из пупочного канатика, в том числе эпителиальные [17] и эндотелиальные клетки [18], но все же основное внимание исследователей сконцентрировано на МСК.

Первые работы в данной области не увенчались успехом: культуры МСК не получилось выделить из фрагментов вартонова студня, хранившихся в течение 1 недели, 1 или 6 месяцев в жидком азоте, хотя в качестве криопротектора была использована комбинация 10% диметилсульфоксида (ДМСО), широко применяемого для замораживания клеточных суспензий, и 5% глицерола [19]. Однако уже в 2012 году была показана возможность сохранности живых клеток в вартоновом студне при использовании 1,5М ДМСО и 0,1М сахарозы и режима постепенного охлаждения, но не витрификации [20]. В 2013 году были опубликованы еще более обнадеживающие результаты: из хранившихся в жидком азоте пуповин удалось выделить культуры клеток, не отличающихся по своим фенотипическим и функциональным свойствам от МСК, полученных из свежей ткани [21]. В 2014–2016 годах сразу несколько научных групп сообщили о своем успехе, предлагая разнообразные протоколы криоконсервации ткани. Результаты этих экспериментов представлены в таблице.

Как видно из таблицы, большинство эффективных протоколов предполагают использование ДМСО в качестве основного криопротектора. ДМСО, обладая небольшой молекулярной массой (около 78 г/моль), способен проникать через мембрану внутрь клетки, где препятствует формированию кристаллов льда при охлаждении за счет образования стабильных водородных связей с молекулами воды. ДМСО успешно применяется для криоконсервации клеточных суспензий с 1959 года, однако в последнее время все более активно внедряется “DMSO-free” стандарт сред для замораживания. Связано это, в первую очередь, с достаточно высокой токсичностью ДМСО (как для самих клеток, так и для реципиентов), которая проявляется при температуре выше 4°С даже при малых концентрациях (около 1%). Более того, ДМСО практически невозможно полностью удалить из клеток даже при использовании специализированной системы для отмывания клеточных трансплантатов, а при повышении температуры ДМСО достаточно быстро распадается с образованием токсического вещества с резким неприятным запахом диметилсульфида. В качестве альтернативы ДМСО предлагают использовать среду, содержащую одновременно? как непроникающие в клетку криопротекторы (например, сахарозу, глюкозу), так и внутриклеточные криопротекторы (например, этиленгликоль, α-пропиленгликоль, глицерин и др.) [29–31]. Уже опубликованы данные о лучшей сохранности криоконсервированных тканей при замене ДМСО на такой коктейль криопротекторов [28, 32], а крупнейшие биотехнологические компании активно вводят в линейку продуктов DMSO-free среды для замораживания, например, CryoSOfree™ DMSO-free Cryopreservation Medium, Merck; STEM-CELLBANKER DMSO Free – GMP grade, Amsbio; ReproCryo DMSO Free Cryopreservation Medium, Stemgent, и др.

Еще одной проблемой, ограничивающей клиническое применение выделенных из замороженной ткани пуповины МСК, является наличие ксеногенных белков в криопротекторной среде, основу которой (до 90 % об.) составляет, как правило, эмбриональная телячья сыворотка. Использование xeno-free криопротекторной среды значимо увеличивает эффективность выделения первичной культуры из замороженной пуповины [23, 26], а культивирование МСК в xeno-free условиях позволяет уменьшить долю апоптотических клеток, снизить иммуногенность культуры, улучшить пролиферативные свойства и повысить уровень секреции фактора роста гепатоцитов (HGF) и простагландина Е2 [33, 34]. Можно предположить, что обязательная замена телячьей сыворотки на аутосыворотку или фармпрепараты (например, альбумин) при выделении и экспансии МСК, предназначенных для клинического применения, является вопросом времени, но криоконсервация ткани пупочного канатика с учетом xeno-free стандарта должна начаться, на наш взгляд, уже сейчас.

Перспективы банкирования ткани пуповины

Количество клинических испытаний с использованием МСК пупочного канатика растет с каждым годом. На сегодняшний день в регистре клинических испытаний FDA (http://www.clinicaltrials.gov/) зарегистрировано более сотни клинических исследований безопасности и эффективности трансплантации этих клеток для лечения заболеваний сердечно-сосудистой системы, печени, скелетной мускулатуры, аутоиммунных и неврологических заболеваний и т.д. Кроме того, идут клинические испытания аллографтов на основе вартонова студня (NEOX CORD 1K, AMNIOX Medical, Inc.; Cryopreserved Umbilical Cord Allograft (TTAX01), Tissue Tech Inc.), полученных из криоконсервированной пуповины, спонсорами которых являются биотехнологические компании. Неудивительно, что криобанки, ранее специализировавшиеся на хранении пуповинной крови, теперь предлагают услуги криоконсервации ткани пуповины. В первой десятке банков, список которых выдают поисковые системы по запросу «umbilical cord tissue cryo banking», 5 находятся в США (Cryo-Cell, ViaCord, CariCord, AlphaCord и New England Cord Blood Bank), 2 – в Великобритании (Cells4Life и Future Health Biobank), 2 – в Австралии (CellCare и CryoSite) и 1 – в ЮАР (Cryo-Save). Среди преимуществ криохранения именно цельной ткани указывается сохранность всех клеточных типов в составе пуповины, а также невысокая стоимость этой процедуры (примерно в 2,5 раза ниже стоимости хранения пуповинной крови). С нашей точки зрения, оптимальным решением с точки зрения дальнейшего клинического применения является одновременное банкирование пуповинной крови в качестве источника гемопоэтических стволовых клеток и ткани пуповины, из которой можно получить аутографты или выделить неонатальные МСК для аутотрансплантации.

Заключение

Проведенный анализ литературных данных позволяет предположить активное развитие такого перспективного направления клеточной биотехнологии как криоконсервация пуповины человека. Выбор протокола криоконсервации зависит от поставленной задачи (сохранение матрикса сосудов, вартонова студня или клеточного компонента), при этом на эффективность выделения жизнеспособных клеток из ткани влияют состав криопротектора и режим охлаждения. Данные о выживаемости эндотелиальных, эпителиальных или периваскулярных клеток после размораживания пуповины отсутствуют, однако современные протоколы криоконсервации позволяют получить культуры МСК, не отличающиеся по своим фенотипическим и функциональным свойствам от МСК, выделенных из свежей пуповины.

References

1. Арутюнян И.В., Макаров А.В., Ельчанинов А.В., Фатхудинов Т.Х. Мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки пупочного канатика: биологические свойства и клиническое применение. Гены и клетки. 2015; 10(2): 30-8. [Arutyunyan I.V., Makarov A.V., Elchaninov A.V., Fatkhudinov T.Kh. Multipotent mesenchymal stromal cells of the umbilical cord: biological properties and clinical application. Genes and cells. 2015; 10 (2): 30-8. (in Russian)]

2. Низяева Н.В., Волкова Ю.С., Муллабаева С.М., Щеголев А.И. Методические основы изучения ткани плаценты и оптимизация режимов предподготовки материала. Акушерство и гинекология. 2014; 8: 10-8. [Nizyaeva N.V., Volkova Yu.S., Mullabayeva S.M., Schegolev A.I. Methodical basics of studying placental tissue and optimization of material pretreatment modes. Obstetrics and gynecology. 2014; 8: 10-8. (in Russian)]

3. Щеголев А.И. Современная морфологическая классификация повреждений плаценты. Акушерство и гинекология. 2016; 4: 16-23. [Schegolev A.I. Modern morphological classification of damage to the placenta. Obstetrics and gynecology. 2016; 4: 16-23. (in Russian)]

4. Tuan-Mu H.Y., Yu C.H., Hu J.J. On the decellularization of fresh or frozen human umbilical arteries: implications for small-diameter tissue engineered vascular grafts. Ann. Biomed. Eng. 2014; 42(6): 1305-18. doi: 10.1007/s10439-014-1000-1.

5. Gui L., Muto A., Chan S.A., Breuer C.K., Niklason L.E. Development of decellularized human umbilical arteries as small-diameter vascular grafts. Tissue Eng. Part A. 2009; 15(9): 2665-76. doi: 10.1089/ten.TEA.2008.0526.

6. Hoenicka M., Lehle K., Jacobs V.R., Schmid F.X., Birnbaum D.E. Properties of the human umbilical vein as a living scaffold for a tissue-engineered vessel graft. Tissue Eng. 2007; 13(1): 219-29.

7. Crouzier T., McClendon T., Tosun Z., McFetridge P.S. Inverted human umbilical arteries with tunable wall thicknesses for nerve regeneration. J. Biomed. Mater. Res. A. 2009; 89(3): 818-28. doi: 10.1002/jbm.a.32103.

8. Abousleiman R.I., Reyes Y., McFetridge P., Sikavitsas V. The human umbilical vein: a novel scaffold for musculoskeletal soft tissue regeneration. Artif. Organs. 2008; 32(9): 735-42. doi: 10.1111/j.1525-1594.2008.00598.x.

9. Cooke M., Tan E.K., Mandrycky C., He H., O’Connell J., Tseng S.C. Comparison of cryopreserved amniotic membrane and umbilical cord tissue with dehydrated amniotic membrane/chorion tissue. J. Wound Care. 2014; 23(10): 465-74, 476. doi: 10.12968/jowc.2014.23.10.465.

10. Papanna R., Fletcher S., Moise K.J. Jr., Mann L.K., Tseng S.C. Cryopreserved human umbilical cord for in utero myeloschisis repair. Obstet. Gynecol. 2016; 128(2): 325-30. doi: 10.1097/AOG.0000000000001512.

11. Raphael A., Gonzales J. Use of cryopreserved umbilical cord with negative pressure wound therapy for complex diabetic ulcers with osteomyelitis. J. Wound Care. 2017; 26(Sup.10): S38-44. doi: 10.12968/jowc.2017.26.Sup10.S38.

12. Rozati H., Handley T., Jayasena C.N. Process and pitfalls of sperm cyopreservation. J. Clin. Med. 2017; 6(9). pii: E89. doi: 10.3390/jcm6090089.

13. Choudhery M.S., Badowski M., Muise A., Pierce J., Harris D.T. Cryopreservation of whole adipose tissue for future use in regenerative medicine. J. Surg. Res. 2014; 187(1): 24-35. doi: 10.1016/j.jss.2013.09.027.

14. Devitt S.M., Carter C.M., Dierov R., Weiss S., Gersch R.P., Percec I. Successful isolation of viable adipose-derived stem cells from human adipose tissue subject to long-term cryopreservation: positive implications for adult stem cell-based therapeutics in patients of advanced age. Stem Cells Int. 2015; 2015: 146421. doi: 10.1155/2015/146421.

15. Park B.W., Jang S.J., Byun J.H., Kang Y.H., Choi M.J., Park W.U. et al. Cryopreservation of human dental follicle tissue for use as a resource of autologous mesenchymal stem cells. J. Tissue Eng. Regen. Med. 2017; 11(2): 489-500. doi: 10.1002/term.1945.

16. Carnevale G., Pisciotta A., Riccio M., De Biasi S., Gibellini L., Ferrari A. et al. Optimized cryopreservation and banking of human bone-marrow fragments and stem cells. Biopreserv. Biobank. 2016; 14(2): 138-48. doi: 10.1089/bio.2015.0001.

17. Saleh R., Reza H.M. Short review on human umbilical cord lining epithelial cells and their potential clinical applications. Stem Cell Res. Ther. 2017; 8(1): 222. doi: 10.1186/s13287-017-0679-y.

18. Tanaka M., Tsuno N.H., Fujii T., Todo T., Saito N., Takahashi K. Human umbilical vein endothelial cell vaccine therapy in patients with recurrent glioblastoma. Cancer Sci. 2013; 104(2): 200-5. doi: 10.1111/cas.12055.

19. Chatzistamatiou T.K., Papassavas A.C., Michalopoulos E., Gamaloutsos C., Mallis P., Gontika I. et al. Optimizing isolation culture and freezing methods to preserve Wharton’s jelly’s mesenchymal stem cell (MSC) properties: an MSC banking protocol validation for the Hellenic Cord Blood Bank. Transfusion. 2014; 54(12): 3108-20. doi: 10.1111/trf.12743.

20. Da-Croce L., Gambarini-Paiva G.H., Angelo P.C., Bambirra E.A., Cabral A.C., Godard A.L. Comparison of vitrification and slow cooling for umbilical tissues. Cell Tissue Bank. 2013; 14(1): 65-76. doi: 10.1007/s10561-012-9301-9.

21. Choudhery M.S., Badowski M., Muise A., Harris D.T. Utility of cryopreserved umbilical cord tissue for regenerative medicine. Curr. Stem Cell Res. Ther. 2013; 8(5): 370-80.

22. Badowski M., Muise A., Harris D.T. Mixed effects of long-term frozen storage on cord tissue stem cells. Cytotherapy. 2014; 16(9): 1313-21. doi: 10.1016/j.jcyt.2014.05.020.

23. Roy S., Arora S., Kumari P., Ta M. A simple and serum-free protocol for cryopreservation of human umbilical cord as source of Wharton’s jelly mesenchymal stem cells. Cryobiology. 2014; 68(3): 467-72. doi: 10.1016/j.cryobiol.2014.03.010.

24. Романов Ю.А., Балашова Е.Е., Волгина Н.Е., Кабаева Н.В., Дугина Т.Н., Сухих Г.Т. Выделение мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток после криогенного хранения ткани пупочного канатика человека. Клеточные технологии в биологии и медицине. 2015; 4: 218-23. [Romanov, Yu.A., Balashov, E.E., Volgina, N.E., Kabaeva, N.V., Dugin, TN, Sukhikh, G.T. Isolation of multipotent mesenchymal stromal cells after cryogenic storage of human umbilical cord tissue. Cell technology in biology and medicine. 2015; 4: 218-23. (in Russian)]

25. Dulugiac M., Moldovan L., Zarnescu O. Comparative studies of mesenchymal stem cells derived from different cord tissue compartments - The influence of cryopreservation and growth media. Placenta. 2015; 36(10): 1192-203. doi: 10.1016/j.placenta.2015.08.011.

26. Shimazu T., Mori Y., Takahashi A., Tsunoda H., Tojo A., Nagamura-Inoue T. Serum- and xeno-free cryopreservation of human umbilical cord tissue as mesenchymal stromal cell source. Cytotherapy. 2015; 17(5): 593-600. doi: 10.1016/j.jcyt.2015.03.604.

27. ong C.Y., Subramanian A., Biswas A., Bongso A. Freezing of fresh Wharton’s jelly from human umbilical cords yields high post-thaw mesenchymal stem cell numbers for cell-based therapies. J. Cell. Biochem. 2016; 117(4): 815-27. doi: 10.1002/jcb.25375.

28. Shivakumar S.B., Bharti D., Subbarao R.B., Jang S.J., Park J.S., Ullah I. et al. DMSO- and serum-free cryopreservation of Wharton’s jelly tissue isolated from human umbilical cord. J. Cell. Biochem. 2016; 117(10): 2397-412. doi: 10.1002/jcb.25563.

29. Best B.P. Cryoprotectant toxicity: facts, issues, and questions. Rejuvenation Res. 2015; 18(5): 422-36. doi: 10.1089/rej.2014.1656.

30. Костяев А.А., Мартусевич А.К., Андреев А.А. Токсичность криопротекторов и криоконсервантов на их основе для компонентов крови и костного мозга (обзорная статья). Научное обозрение. Медицинские науки. 2016; 6: 54-74. [Kostyaev A.A., Martusevich A.K., Andreev A.A. Toxicity of cryoprotectants and cryopreservatives based on them for blood and bone marrow components (review article). Scientific Review. Medical sciences. 2016; 6: 54-74. (in Russian)]

31. Rodríguez L., Velasco B., García J., Martín-Henao G.A. Evaluation of an automated cell processing device to reduce the dimethyl sulfoxide from hematopoietic grafts after thawing. Transfusion. 2005; 45(8): 1391-7.

32. Du T., Chao L., Zhao S., Chi L., Li D., Shen Y. et al. Successful cryopreservation of whole sheep ovary by using DMSO-free cryoprotectant. J. Assist. Reprod. Genet. 2015; 32(8): 1267-75. doi: 10.1007/s10815-015-0513-3.

33. Hartmann I., Hollweck T., Haffner S., Krebs M., Meiser B., Reichart B. et al. Umbilical cord tissue-derived mesenchymal stem cells grow best under GMP-compliant culture conditions and maintain their phenotypic and functional properties. J. Immunol. Methods. 2010; 363(1): 80-9. doi: 10.1016/j.jim.2010.10.008.

34. Swamynathan P., Venugopal P., Kannan S., Thej C., Kolkundar U., Bhagwat S. et al. Are serum-free and xeno-free culture conditions ideal for large scale clinical grade expansion of Wharton’s jelly derived mesenchymal stem cells? A comparative study. Stem Cell Res. Ther. 2014; 5(4): 88. doi: 10.1186/scrt477.

Received 22.02.2018

Accepted 02.03.2018

About the Authors

Strokova, Svetlana O., doctor of the clinical laboratory diagnostics laboratory for the collection and storage of biomaterials, National Medical Research Center of Obstetrcis, Gynecology, and Perinatology named after Academician V.I. Kulakov, Ministry of Health Russia.
117997, Russia, Moscow, Ac. Oparina str. 4. Tel.: +79169284961. E-mail: estel.7@list.ru. ORCID iD 0000-0002-2679-4991
Arutyunyan, Irina V., PhD, senior researcher, Laboratory of Regenerative Medicine, National Medical Research Center of Obstetrcis, Gynecology, and Perinatology named after Academician V.I. Kulakov, Ministry of Health Russia. Senior researcher, Research Institute of Human Morphology.
117997, Russia, Moscow, Ac. Oparina str. 4. Tel.: +79261474430. E-mail: labrosta@yandex.ru. ORCID iD 0000-0002-4344-8943.
Mullabaeva, Svetlana M., head of the laboratory for the Collection and Storage of Biomaterials, National Medical Research Center of Obstetrcis, Gynecology, and Perinatology named after Academician V.I. Kulakov, Ministry of Health Russia.
117997, Russia, Moscow, Ac. Oparina str. 4. Tel.: +79153220879. Е-mail: s_mullabaeva@oparina4.ru.
Fatkhudinov, Timur Kh., MD, head of the Laboratory of Regenerative Medicine, National Medical Research Center of Obstetrcis, Gynecology, and Perinatology named after Academician V.I. Kulakov, Ministry of Health Russia. Professor of the Department of Histology, Cytology and Embryology, Medical Institute, Peoples’ Friendship University of Russia. 117997, Russia, Moscow, Ac. Oparina str. 4. Tel.: +79032561157. E-mail: tfat@yandex.ru. ORCID iD 0000-0002-6498-5764.

For citations: Strokova S.O., Arutyunyan I.V., Mullabaeva S.M., Fatkhudinov T.Kh. Human umbilical cord tissue cryopreservation: prospects for clinical application. Akusherstvo i Ginekologiya/Obstetrics and Gynecology. 2018; (12): 5-10. (in Russian)
http://dx.doi.org/10.18565/aig.2018.12.5-10

Similar Articles

By continuing to use our site, you consent to the processing of cookies that ensure the proper functioning of the site.